实验1 实验动物的捉持法和给药法 一、常用实验动物的捉持法 1．蛙和蟾蜍 通常以左手握持，用食指和中指夹住左前肢，拇指压住右前肢，右手将下肢拉直，左手用无名指及小指夹住（图1）。 ?  图1 蟾蜍捉持法 2．小鼠 （1）双手法：右手提鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉鼠尾，使小鼠前肢固定在粗糙面上。迅速用左手拇指和食指捏其双耳间颈背部皮肤，无名指、小指和掌心夹其背部皮肤和尾部，便可将小鼠牢固捉持（图2）。 ?  图2 小鼠双手捉持法 （2）单手法：小鼠置于笼盖上，先用左手食指和拇指抓住鼠尾，后手掌尺侧和小指夹住鼠尾，然后左手拇指与食指捏住颈部皮肤（图3）。 ?  图3 小鼠单手捉持法 3. 大鼠 大鼠容易激怒咬人，捉持时应戴防护手套。先用右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与掌部握住背部和腹部。注意不要捏其颈部，以防用力过大、过久，窒息死亡。 4．家兔 一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，使兔呈蹲坐姿势（图4）。切不可用手握持双耳提起兔子。  图4 家兔捉持法 5．豚鼠 豚鼠性情温和，不咬人，用手轻轻握住身体即可抓起。 6. 猫 应戴好防护手套。轻声呼唤，慢慢将手伸入猫笼，轻抚猫头、颈和背部，一只手抓住颈背部皮肤，另一只手抓住腰背部。性情凶暴的猫可用布袋或网套捉持，操作中应防其利爪和牙齿伤人。 7. 狗 驯服的狗可戴上特制嘴套，用绳带固定于耳后颈部；凶暴的狗可用长柄捕狗夹钳住狗的颈部，然后套上嘴套。狗嘴也可用绳带固定，操作时先将绳带绕过狗嘴的下颌打结，再绕到颈后部打结，以防绳带滑落。狗麻醉后四肢固定于手术台上，取下嘴套或绳带，将一金属棒经两侧嘴角，穿过口腔压于舌上，再用绳带绕过金属棒绑缚狗嘴，并固定于手术台上。应将狗舌拉出口腔，以防窒息。 二、常用实验动物给药法 1. 经口给药法 此法有口服与灌胃两种方法。适用于小鼠、大鼠、豚鼠、兔、犬等动物。口服法可将药物放入饲料或溶于饮水中令动物自由摄取。若为保证剂量准确，可应用灌胃法。 （1）灌胃法 小鼠：左手捉持小鼠，腹部朝上，右手持灌胃管经口角插入口腔，使灌胃管与食管成一直线，再沿上颚壁缓慢插入食管，稍感有阻力时(大约灌胃管插入1／2)，如动物安静，呼吸无异常，即可注入药液。如遇阻力应抽出灌胃管重新插入，若药液误注气管，小鼠可立即死亡。一次灌注药量0.1－0.3ml／10g体重。操作宜轻柔，防止损伤食管（图5）。灌胃管可用粗大的注射针头制作，磨钝针尖制成，管长4-5cm，直径1mm，连接于1-2ml注射器上即成。 ?  图5 小鼠灌胃法 大鼠：左手捉持大鼠，右手持灌胃器，灌胃方法与小鼠相同。若两人合作时，可由助手协助固定后肢与尾巴。但灌胃管必须长6－8cm，直径1.2mm，尖端呈球状，并安装在5－10ml的注射器上。注药前应回抽注射器，证明未插入气管（无空气逆流）方可注入药液。一次投药量1—2ml／100g体重。 家兔：需两人合作，一人坐好将兔躯体夹于两腿之间，左手紧握双耳固定头部，右手抓住两前肢固定前身，使兔头稍向后仰；另一人将木或竹制开口器横放于兔口中，将兔舌压住，以8号导尿管经开口器中央小孔，沿上颚壁慢慢插入食管15－18cm。为避免误入气管，可将导尿管外口端放入清水杯中，无气泡逸出方可注入药液，并应再注入少量清水以保证管内药液全部进入胃内。灌毕，慢慢拔出导尿管取出开口器（图6）。  图6 家兔灌胃法 豚鼠：如用灌胃器，灌胃法与大鼠相同。如用开口器和导尿管，操作方法与兔灌胃法相同。 猫和狗：灌胃方法与兔相似，将导尿管从鼻腔或口腔经食管插入胃内给药。操作时应防止动物咬伤与抓伤。 （2）口服法 片剂药物可在扒开动物上下齿列后，用镊子夹住药物放在舌根部，迅速合起上下颌即可咽下药物。给药前若先以水湿润口腔内部，更易咽下。 液体药物可在轻轻固定动物头部后，从口角齿列间注入药液，动物多能自动咽下。溶于水的药物也可加入饮水中口服，不溶于水的药物可加入饲料中给药。但这两种给药法必须是无味的药物，且难以保证剂量准确。 2. 注射给药法 （1）皮下注射法： 小鼠：一般需两人合作，一人把小鼠头与鼠尾牵向两端并固定，另一人左手提起背部皮肤，右手持注射器刺入皮下，若针头容易向左右摆动即可注入药液。拔针时左手捏住针刺部位，防止药液外漏（图7）。一人操作可把小鼠放在金属网上，左手拉鼠尾，小鼠以其习性向前移动，此时右手持注射器从头端向尾部刺入背部皮下。注药量0.1－0.3 ml/10g体重。 ?  图7 小鼠皮下注射法 大鼠：以捉持法握住大鼠，于背部或大腿拉起皮肤，将注射针刺入皮下。一次注射药量小于1.0ml/100g体重。 家兔：左手将兔背部皮肤提起，右手持注射器，针尖刺人皮下松开左手，进行注射。 豚鼠：注射部位可选用大腿内侧面、背部、肩部等皮下脂肪少的部位。通常为大腿内侧面注射。一般需两人合作，一人固定豚鼠，一人进行注射。 猫：将臀部皮肤拉起，将注射针刺入皮肤与肌肉之间，注入药液。 犬：将犬的颈部或背部皮肤拉起，注射针刺入皮下进行注射。 （2）皮内注射法： 先将注射部位剪去毛。左手绷紧皮肤，右手持注射器，小于15°角刺入皮内，注射药液，注射处出现一白色小皮丘。 （3）腹腔注射法： 小鼠：左手捉持小鼠，腹部向上，右手将注射器针头刺入皮肤，其部位是距离下腹部腹白线稍向左或右的位置。向前推进3—5mm，接着使注射器针头与皮肤呈45°角刺入腹肌，继续向前刺人，通过腹肌进入腹腔后抵抗消失，这时即可轻轻注入药液。小鼠的一次注射量为0.1—0.2m1/10g 体重（图8）。 ?  图8 小鼠腹腔注射法 大鼠：腹腔注射与小鼠相同。注射量为1—2ml/100g体重。 豚鼠、猫、免等：豚鼠、猫腹腔注射部位同小鼠。兔在下腹部近腹白线左右两侧约lcm处，犬在脐后腹白线侧边1—2cm处注射为宜。 （4）静脉注射法： 大鼠和小鼠：一般采用尾静脉注射，事先将小鼠和大鼠置于固定的筒内或铁丝罩内，或扣于烧杯内，使尾巴露出，于45—50℃温水中浸泡、或用60-100瓦电灯泡烘烤、或用75％酒精棉球擦之，使血管扩张，选择尾巴左右两侧静脉注射，注射时若出现隆起的白色皮丘，说明未注入血管，应重新向尾根部移动注射。一次注射量小鼠为0.05—0.1ml/10g体重（图9）。注射完毕后用棉球按压止血。  图9 小鼠尾静脉注射法 家兔：一般采用耳缘静脉注射。可用酒精棉球涂擦耳部边缘静脉，或用电灯泡烘烤兔耳使血管扩张。以左手指在兔耳下作垫，右手持注射器，针头经皮下进入血管。注射时若无阻力或无发生隆起现象，说明针头在血管内，注射完毕，压住针眼，拔去针头，继续压迫数分钟止血（图10）。 ?  图10 家兔耳缘静脉注射法 豚鼠：一般用前肢皮下头静脉注射，后肢小隐静脉注射也可以。接近下部比较容易刺入静脉。注射量一般不超过2ml。 猫：一般采用前肢皮下头静脉注射。注射前先将猫装入固定袋或笼内，左手抓住前肢，酒精棉球涂擦后，从前肢的末稍端将注射器针头刺入静脉。证实针在静脉内后，即可注射。 犬：可选用前肢皮下头静脉或后肢小隐静脉注射。以手或橡皮带把静脉向心端扎紧，使血管充血。酒精棉球涂檫后，针头向近心端刺入静脉，回抽针栓，倘有回血即可推注药液（图11）。 ?  图11 犬后肢外侧小隐静脉(左)和前肢背侧皮下头静脉(右)注射法 （5）肌肉注射法： 兔、猫、犬选择两侧臀部或股部肌肉。在固定动物后，注射器与肌肉成60°角，一次刺入肌肉注射，但应避免针刺入肌肉血管内。注射完后轻轻按摩注射部位，以助药物吸收。小鼠、大鼠、豚鼠因肌肉较小，较少采用肌肉注射，若有必须，以股部肌肉较适，用量不宜过大，特别是小鼠，每侧不宜超过0.1ml。 （6）椎管内注射法： 兔：在腰骶部位剪去毛，酒精棉球涂檫。一人固定兔体并将兔臀部向腹侧弯曲，使腰骶部凸出，以增大脊突间隙。一人右手持注射器，将针头自第一骶骨前面正中轻轻刺入，当刺到椎管时有似刺透硬膜感觉，此时兔尾巴随针刺而动，或后肢有跳动，则证明刺入椎管，即可注射。一般一只兔注药量为0.5—1.0ml （图12）。  图12 兔 椎管内注射法 （7）淋巴囊内注射： 蛙及蟾蜍皮下有多个淋巴囊（图13），对药物易吸收。一般将药物注射于胸、腹或股淋巴囊。因其皮肤较薄，为避免药液从针眼中漏出，故作胸部淋巴囊注射时，针头由口腔底部穿下颌肌层而达胸部皮下；作股部淋巴囊注射时，应从小腿皮肤刺入，通过膝关节而达大腿部皮下。注入药量一般为0.25—0.5ml。  图13 蛙淋巴囊内注射法 实验2不同给药途径对药物作用的影响 [目的] 观察不同给药途径对尼可刹米作用的影响。 [器材] 注射器（1ml×l）、小鼠灌胃器、玻璃钟罩。 [药品] 5％尼可刹米溶液。 [动物] 小鼠 [方法] 小鼠3只，称重，编号甲、乙和丙。先观察正常活动，如呼吸、活动度和运动协调程度等。然后将甲、乙、丙鼠以5％尼可刹米溶液0.2m1/10g体重，分别灌胃、皮下和腹腔注射，观察给药后各鼠是否出现兴奋、惊厥等症状，并记录出现症状的时间和小鼠的最终结局。 [结果] 将观察结果列表比较。 [思考题] 不同给药途径为什么会影响药物效应？ 实验3药物的基本作用 [目的] 通过实验了解药物的兴奋作用与抑制作用，局部作用与吸收作用等。 [器材] 注射器(5ml×1) [药品] 5％盐酸普鲁卡因溶液、0.5％安定溶液。 [动物] 家兔 [方法] 1. 取兔一只，称其体重。先观察正常活动情况，如四肢站立和行走姿态，并用针刺其后肢，测试有无痛觉反射。 2. 由一侧坐骨神经周围（使兔作自然俯卧式，在尾部坐骨脊与股骨头间摸到一凹陷处）注人5％盐酸普鲁卡因溶液1m1／kg体重。2-3分钟后，观察和测试同侧后肢有无运动和感觉障碍，并与对侧比较。 3. 待局部作用明显后，再肌肉注射5％盐酸普鲁卡因溶液1ml／kg体重，观察中毒症状（惊厥）出现与否。 4. 待出现明显中毒症状（惊厥）时，立即由耳缘静脉注射0.5％安定溶液0.5—1ml／kg体重，至肌肉松弛为止。 [结果] 描述实验中的观察。 [思考题] 1. 本实验中，药物的兴奋作用与抑制作用、局部作用与吸收作用表现在哪些方面？是否观察到药物间的对抗作用? 1. 结合本实验说明普鲁卡因和安定的治疗作用和不良反应。 实验4 全血水杨酸钠二室模型药动学参数测定 [目的] 用比色法测定水杨酸钠浓度，并用测得的血药浓度数据计算二室模型药动学参数。 [器材] 大试管（10ml×11）、小试管（6ml×9）、刻度吸管（10ml×2、2ml、5ml×1）、注射器（1ml×2、2ml、5ml×1）、小玻棒、试管架、玻璃蜡笔、移液吸管、普通剪刀与手术刀（各1）、弯曲管钳、坐标纸、线与棉花少许。粗天平、分光光度计、离心机、计算器（CASIOfx-180P或CASIO-3600P）。 [药品] 1％盐酸普鲁卡因溶液、10％及0.04％水杨酸钠溶液、三氯化铁和三氯醋酸混合液（5g三氯化铁加10％三氯醋酸溶解至100ml）、100u/ml肝素生理盐水。 [动物] 家兔 [方法] 一、比色法测定全血水杨酸钠浓度 1. 取10m1大试管11支，以 0－10编号，每管均加入三氯化铁和三氯醋酸混合试液2m1，9号管再加0.04％水杨酸钠标准液0.6m1，10号管再加蒸馏水0.6m1。取兔1只，称体重，仰缚兔板上，于兔颈部皮下注射1％盐酸普鲁卡因溶液1-2m1，局麻后分离一侧颈外静脉并在其下方横穿一根细线，供采血时固定静脉用。 2. 以100u／m1肝素生理盐水润湿1m1注射器，从该侧颈外静脉采血0.6m1加入0号大试管中，用干棉球轻压针孔处以防止出血。从已分离出的颈外静脉的对侧耳缘静脉推注10％水杨酸钠溶液2ml/kg。准确记录给药完毕时间，在给药完毕后的第1、3、5、10、20、50、80和110分钟从颈外静脉分别采血0.6m1，依次加入第1-8号大试管中（每次采血后要洗净注射器，以肝素生理盐水润湿备用）。 3. 振摇0-8管各1分钟，分别加入蒸馏水5m1再充分振摇1分钟，过滤至小试管中取滤液备用。9、10两管加蒸馏水5m1，摇匀待用。 4. 在分光光度计上，用波长510nm，1cm光径比色杯，以蒸馏水调零，测0-10号管光密度得d0-d10。各测试管水杨酸钠光密度与水杨酸钠浓度按下列公式计算： 标准管水杨酸钠光密度D9=d9-d10 测定管水杨酸钠光密度Dn=dn-do 测定管水杨酸钠浓度Cn=Dn／D9×400（μg／m1) [注意事项] 1. 采血量要准确． 2. 以开始采血时间作为血样本时间，若未能按时采血，则以实际采血时间参加计算。 3. 注射水杨酸钠溶液时，动物会挣扎，注意固定兔头，注射要一次成功，否则影响α-相结果。 二、二室模型药动力学参数计算 1. 残差图解法 将测得的血中水杨酸钠浓度取对数，以对数浓度为纵坐标，对应时间为横坐标作点图，或直接以浓度对时间在半对数纸上作图，可见首段对数血药浓度下降很快（分布相，或称α-相），血药浓度下降与时间不呈直线关系；后段下降缓慢（消除相或称β-相），且呈直线，符合二室模型，可用两项指数方程表示血药浓度和时间的关系： C=  (1) A=  (2) B=  (3) t为时间，A、B分别表示t=0时α相和β相的起始血药浓度。α、β为主要反映分布与消除的复合速率常数，e为自然对数的底数，因α>β，Ae-αt值趋于0比Be-βt值趋于0更快，当t≥5Tl/2α时，则Ae-αt趋于0，则（1）式为 C=  (4) (4)式取对数 logC=  (5) (5)式表明消除相的对数血药浓度与时间呈直线关系，直线斜率b=β/2.3026，故可求出β。对本次实验的4点作目测回归线，外推与纵轴相交交点则为t=0时的截距logB。 在回归线上任取一点M（t，!ogC）的值代入下式 β= （分-1） (6) T1/2β由下式算出 T1/2β＝0.693/β（分） (7) 解得方程(1)的后项Be-βt后，以实测的前4点血浓度减去消除相外推线上相对应时间的浓度（注意：是真数相减）得一组残差浓度Cr，即： Cr=  (8) (8)式取对数 LogCr= t (9) (9)式表明残差浓度的对数与时间t为直线关系。以残差浓度的对数和对应的时间作图，作这些点的目测回归线，外推，与纵轴的交点分布相t=0时截距LogA。在此直线上任取一点N（t，LogCr），其对应值代入下式求出α： α= （分-1） (10) T1/2αt= （分） (11) 当t=0时，(1)式C=A+B，药物既未分布也未消除，静注药量(X0)全部在中央室，故中央室的分布容积下式求出： Vc= （ml） (12) (12)式可变为A+B=X0/Vc代入(3)式，可算出药物由周边室向中央室转运的速率常数K21： K21= （分-1） (13) 经中央室消除的速率常数为 K10= （分-1） (14) 由中央室向周边室转运的速率常数 K12= （分-1） (15) 药时曲线下的面积(t=0~∞) AUC= （μg·分/ml） (16) 总的表观分布容积 Vd=X0/β·AUC（ml） (17) 总清除率 TBCL=β·Vd （ml/分） (18) 中央室药物清除率 CL= KioVc (ml/分） (19) 将A、B、α、β代入(1)式得水杨酸钠浓度随时间变化的方程 2. 残差计算法 图解法是以目测线为基础，其误差较大，回归分析法误差小，结果较可靠，在计算药动学参数中应用较广。公式(5)表明曲线后段对数血药浓度与时间呈直线关系，但实测的对数血药浓度不一定都在直线上。如能找到一条直线，使实测的对数血药浓度至该直线的距离的平方和最小，那么这条直线的方程就表达了对数浓度随时间的变化关系。根据最小二乘法原理，用实验数据求出直线的回归系数B和截距A，则直线方程y=A+Bx就唯一被确定． B=  A=  r=  式中n为标本个数，X表示时间t，Y表示药物浓度的对数logC。r为相关系数，其绝对值的大小与各点至回归线的距离有关。各点离回归线愈近，则相关系数的绝对值趋近于1，当r=0说明两变量间无直线关系存在。 采用CASIO.FX-180p或CASIOfx-3600P，不仅能解出回归方程的系数B、截距A和相关系数r，而且求解指数方程系数也很方便。 [思考题]测定药动学参数对临床使用药物有何指导意义？ 实验5 传出神经系统药物对麻醉兔血压的作用 [目的] 观察传出神经药物对心血管系统的作用，并根据受体学说初步分析其作用机制。 [器材] 计算机多媒体记录仪、压力换能器、手术台、动脉套管、动脉夹、手术刀，小剪刀、普通剪刀、止血钳、头皮针、纱布、弹簧夹、螺旋夹、三通管、lml注射器(2支)、20ml注射器(1支)。 [药品] 肝素、生理盐水、3％戊巴比妥钠、肾上腺素、去甲肾上腺素、异丙肾上腺素、麻黄碱、酚妥拉明、普萘洛尔、氯化乙酰胆碱、阿托品。 [动物] 家兔 [方法] 1. 取兔一只，称重，以1m/kg的剂量静脉注射3％戊巴比妥钠麻醉兔，并将兔仰缚于兔板上。 2. 将压力换能器上连接的三通管用肝素溶液充满，并排除里面的空气，关闭三通管与压力换能器的连通。 3. 分离一侧颈总动脉，在动脉下穿两根线，远心端结扎，近心端用动脉夹夹住，用眼科剪在动脉上剪一“V”形口，将连有压力换能器的动脉套管插入“V”形口中，用线结扎。检查后，打开三通管与压力换能器的连通，以备描记血压。 4. 兔耳缘静脉置入头皮针，固定以备给药，每次给药后用生理盐水0.5ml将药液冲入静脉内。描记一段正常血压后，开始给药。经头皮针到耳缘静脉依次注射下列药物，药物反应指标：血压变化（升至最高点或降至最低点的高度及其时间），心率改变（心率增快或减慢及其时间）。待前面一个药物作用基本消失后，再注射下一个药物。 (一) 作用于α与β受体的药物 (1) 肾上腺素 10μg/kg (1:10,000溶液，0.1ml/kg) (2) 去甲肾上腺素 10μg/kg (1:10,000溶液，0.1ml/kg) (3) 麻黄碱 0.5mg/kg (1:200溶液，0.1ml/kg) (4) 酚妥拉明 0.5mg/kg (10mg/ml，0.05ml/kg) (5) 肾上腺素 10μg／kg (1:10,000溶液，0.1ml/kg) (二) 作用于β受体药物(着重观察心率变化) (6) 异丙肾上腺素 1μg/kg (1:100,000溶液，0.1ml/kg) (7) 普萘洛尔 0.2mg/kg (1mg/ml，0.2ml/kg) (8) 异丙肾上腺素 1μg/kg (1:100,000溶液，0.1ml/kg) (三) 作用于M受体药物 (9) 氯化乙酰胆碱 1μg/kg (1:100,000溶液，0.1ml/kg) (10) 阿托品 0.5mg/kg (1:200溶液，0.1ml/kg) (11) 氯化乙酰胆碱 1μg/kg (1:100,000溶液，0.1ml/kg) [结果] 多媒体描记血压变化的曲线，注明所用药物。 [思考题] 从受体理论分析并解释各药对兔血压的影响。 实验6 吗啡的镇痛作用（热板法） [目的] 观察吗啡的镇痛效应，掌握镇痛实验方法（热板法）。 [器材] 热板镇痛实验仪、粗天平、平口镊、1ml注射器、棉花少许。 [药品] 0.15％盐酸吗啡、生理盐水。 [动物] 雌性小鼠 [方法] 1. 每组取雌性小鼠（18-22g）4只（全班分为十组）依次测定其痛阈值。 2. 调节热板镇痛实验仪的温度，使之保持在55土1℃。 3. 测定时，将小鼠分别放入盒内，观察并记录小鼠自放入盒内至出现舔后足所需时间（秒），以此作为该鼠的痛阈值，将小鼠取出。如在30秒内不出现添后足，或逃避跳跃者应弃之不用。 4. 将筛选合格的小鼠4只，称重编号，随机分成两组，每隔3分钟测定各鼠正常痛阈值共2次，取平均值作为给药前的痛阈值。 5. 给药组2只小鼠腹腔注射0.15％盐酸吗啡0.1ml/10g体重，对照组2只小鼠腹腔注射等容量生理盐水。于给药后5、10、20、40、80分钟各测痛阈值2次，取平均值。如果60秒无反应，应立即将小鼠取出，以免时间太长把足烫伤，痛阈值计为60秒。 [结果] 1. 统计全班结果，填入下表，并计算痛阈提高百分率。  表 吗啡的镇痛作用（热板法）记录 药物 动 物 数 平均痛阈值 痛阈提高百分率 给药前 给药后（分钟） 给药前 给药后（分钟） 5 10 20 40 80 5 10 20 40 80 0.15％盐酸吗啡 生理盐水 2. 以时间为横坐标，痛阈提高百分率为纵坐标画出两组时-效曲线，以分析药物的作用强度，作用开始时间和维持时间。 [注意事项] 1. 选用雌性小鼠较好，因雄性小鼠受热后阴囊松驰，与热板接触易致反应过敏。 2. 室温对此实验有一定影响，以15-20℃为宜，过低时小鼠反应迟钝，过高时则过于敏感，易引起跳跃，均影响实验结果的准确性。 3. 正常小鼠一般放在热板上10-15秒钟内出现不安、举前肢、舔前足、踢后肢、跳跃等现象，但这些动作均不作为疼痛指标，只有舔后足才作为疼痛的指标。 4.动物的体重对结果有影响，一般用20克左右的体重为宜。 [思考题] 阐明吗啡镇痛作用原理及镇痛的时-效关系。 实验7 利尿药对兔尿量和尿中氯离子浓度的影响 [目的] 观察速尿和高渗葡萄糖溶液的利尿和排氯离子作用。 [器材] 试管、刻度吸管、量筒、8-10号导尿管、三角烧瓶、滴定管。 [药品] 生理盐水、0.1％速尿溶液、50％葡萄糖溶液、1％盐酸丁卡因溶液、20％铬酸钾、2.906％硝酸银溶液、液体石蜡。 [动物] 雄性家兔 [方法] 1. 兔禁食不禁水24小时，称重。于试验前1小时用生理盐水(30ml/kg体重)灌胃，以增加水负荷。 2. 把兔仰缚于兔板上，于尿道口内滴入2滴1％盐酸丁卡因溶液。导尿管头端涂上少许液体石蜡，然后导尿。见尿流出后，导尿管再推进2cm。插入的导尿管总长度约为10-12cm。 3. 待尿流速度稳定后，自耳缘静脉依次注入下列药物： (1) 生理盐水2ml/kg体重。 (2) 50％葡萄糖溶液2ml/kg体重。 (3) 0.1％速尿溶液2ml/kg体重。 记录各药作用10分钟所排出的尿量和作用持续时间。取各药作用的中段尿进行氯离子测定。 (4)尿中氯离子测定：取各药作用的中段尿1.0ml，分别置于三角烧瓶中，加蒸馏水l0ml和20％铬酸钾2滴，再慢慢以硝酸银滴定，随滴随摇直至呈现桔红色为止，记录所用硝酸银毫升数。 按下式计算尿中氯离子的浓度： 所用硝酸银溶液量(m1)×0.006=Cl浓度(mg/ml) [注意事项] 1. 每次给药后须用手轻压兔腹，以排尽膀胱中的尿液。 2. 记录各药作用10分钟尿量时，应用上述方法把10分钟未存留于膀胱内的尿液导入收集管中。 3. 50％葡萄糖溶液和0.1％速尿溶液在静脉注射后，一般在1-2分钟和5分钟内发挥作用。如届时无尿滴出，可轻轻转动导尿管，即可见尿液滴出。 4. 实验宜用雄兔。 ? [结果] 组别 10分钟尿量（ml） 硝酸银用量（ml） 尿中氯离子浓度（mg/ml）  生理盐水 ? ? ?  50％葡萄糖溶液 ? ? ?  0.1％速尿溶液 ? ? ?  附：氯离子测定原理： 在酸性环境中，硝酸银容易解离，解离的银离子与尿中的银离子结合，生成氯化银而沉淀，略过量的硝酸的银离子可与铬酸钾作用生成桔红色的铬酸银，以消耗的硝酸银的多少折算尿中氯离子量，化学反应如下： NaCl+AgNO3→AgCl↓+NaNO3 2AgNO3+K2CrO4→Ag2CrO4↓+2KNO3 (桔红色) [思考题] 葡萄糖和速尿作用原理及临床应用有何不同？