第十四章 动植物细胞培养 动植物细胞培养是指动、植物细胞在体外条件下的存活或生长。动植物细胞培养与微生物细胞培养有很大的不同（表14-1）。由于动物细胞无细胞壁，且大多数哺乳动物细胞附着在固体或半固体的表面才能生长；对营养要求严格，除氨基酸、维生素、盐类、葡萄糖或半乳糖外，还需有血清。动物细胞对环境敏感，包括pH值、溶氧、C02、温度、剪切应力都比微生物有更严的要求，一般须严格的监测和控制。相比之下，植物细胞对营养要求较动物细胞简单。但植物细胞培养一般要求在高密度下才能得到一定浓度的培养产物，而且植物细胞生长较微生物要缓慢，因此长时间的培养对无菌条件及反应器的设计具有特殊的要求。 在生物技术中，人们已经利用细菌、丝状真菌的大量培养来生产各种酶、抗生素、蛋白质、氨基酸等产物，但是很多有重要价值的生物物质，如毒素、疫苗、干扰素、单克隆抗体、色素、香味物质等，必须借助于动、植物细胞的大规模培养来获得。从20世纪50年代以来，这方面已取得一些进展。但是，目前的技术还远不能满足细胞生物产品应用的要求，随着动植物培养技术研究的深入，显示出广阔的发展前景。 表14-1 动植物、微生物细胞的培养特征 种类 比较项目 微生物 动物细胞 植物细胞  大 小 悬浮生长 营养要求 生长速率 代谢调节 环境敏感 细胞分化 剪切应力敏感 传统变异，筛选技术 细胞或产物浓度 1~10μm 可以 简单 快，倍增时间0.5~5小时 内部 不敏感 无 低 广泛使用 较高 10~100μm 多数细胞需附着表面才能生长 非常复杂 慢，倍增时间15~100小时 内部、激素 非常敏感 有 非常高 不常使用 低 10~100μm 可以，但易结团，无单个细胞 较复杂 慢，倍增时间24~74小时 内部、激素 能忍受广泛范围 有 高 有时使用 低   第一节 动物细胞大规模培养技术 动物细胞体外培养的历史可追溯到1907年，美国生物学家Harrison在无菌条件下，以淋巴液为培养基成功地在试管中培养了蛙胚神经组织达数周，创立了体外组织培养法。1962年，其规模开始扩大，随着细胞生物学、培养系统及培养方法等领域的不断丰富和完善，动物细胞培养技术得到了很大的发展。发展至今已成为生物、医学研究和应用中广泛采用的技术方法，利用动物细胞培养生产具有重要医用价值的酶、生长因子、疫苗和单抗等，已成为医药生物高技术产业的重要部分。其发展简史见表14-2。 利用动物细胞培养技术生产的生物制品已占世界生物高技术产品市场份额的50%。大量资料表明，生物技术药物是当前新药开发的重要领域，生物技术制药工业是下一个10年制药工业的重要新门类，期间将有数百种生物技术新药上市。美国最新预测几种畅销基因工程药物2000年全球销售额EPO大于30亿美元,G2CSF大于20亿美元,HGH、IFN、UK均大于10亿美元,胰岛素和降钙素大于5亿美元。动物细胞大规模培养技术是生物技术制药中非常重要的环节。目前,动物细胞大规模培养技术水平的提高主要集中在培养规模的进一步扩大、优化细胞培养环境、改变细胞特性、提高产品的产率与保证其质量上。 表14-2 动物细胞培养技术的发展 年份 技术发展概要  1907年 1951年 1957年 1962年 1967年 1975年 1975年 1986年 1989 Harrison创立体外组织培养法。 Earle等开发了能促进动物细胞体外培养的培养基。 Graff用灌注培养法创造了悬浮细胞培养史上绝无仅有的1×1010～2×1010 cells/L的记录，标志着现代灌注概念的诞生。 Capstile成功地大规模悬浮培养小鼠肾细胞(BHK)，标志着动物细胞大规模培养技术的起步。 Van Wezel用DEAE-Sephadex A 50 为载体培养动物细胞获得成功。 Sato等在培养基中用激素代替血清使垂体细胞株GH3在无血清介质中生长获得成功，预示着无血清培养技术的诱人前景。 Kobhler和Milstein成功地融合了小鼠B-淋巴细胞和骨髓瘤细胞而产生能分泌预定单克隆抗体的杂交瘤细胞。 DemoBiotech公司首次用微囊化技术大规模培养杂交瘤细胞生产单抗获得成功。 Konstantinovti首次提出大规模细胞培养过程中的生理状态控制，更新了传统细胞培养工艺中优化控制之理论   一、动物细胞形态 (1)成纤维细胞型(fibrlblast或mechanocyte type) 这种细胞形态与体内成纤维细胞形态相似故而得名。细胞体呈梭形或不规则三角形，中央有圆形核，胞质向外伸出2～3个长短不同的突起。细胞群常借原生质突连接成网，生长时呈放射状、漩涡或火焰状走行[如图14-l(a)]。除真正的纤维细胞外，凡由中胚层间充质来源的其他组织细胞，如血管内皮、心肌、平滑肌、成骨细胞等，也多呈成纤维细胞形态。实际上很多所谓成纤维细胞并无产生纤维的能力，只是一种习惯上概括的称法。 (2)上皮细胞型(epithilium cell type) 这种细胞呈扁平的不规则三角形，中央有圆形核，生长时常彼此紧密连接单层细胞片[如图14-1(b)]，起源于外胚层和内胚层组织的细胞，如皮肤表皮及衍生物(汗腺、皮脂腺等)。肠管上皮、肝、胰和肺泡上皮细胞。培养时皆呈上皮型。 (3)游走细胞型(wondering cell type) 这种细胞的培养需要在支持物上生长，一般不连接成片，细胞胞质经常出现伪足或突起，呈活跃的游走和变形运动，速度快而且方向不规则[如图14-1(c)]。此型细胞不很稳定，有时亦难和其他型细胞相区别，在一定条件下，如培养基化学性质变动等，它们也可能变为成纤维细胞型。 (4)多形性细胞型(polymorphic cell type) 除上述三种细胞外，还有一些组织和细胞，如神经组织的细胞等，难以确定它们的稳定形态，可统归多形性细胞[如图14-1(d)]。 上述这四种细胞形态均属于贴壁依赖型细胞，培养这类细胞时，常需贴附在支持物上生长。但由于培养环境的变化，细胞形态常发生改变。 (5)悬浮型细胞这类细胞常呈圆形，不贴附在支持物上，呈现悬浮状态生长。如血液细胞，淋巴组织细胞及肿瘤细胞。培养这类细胞也可采用微生物培养的方法进行悬浮物培养。 二、动物细胞培养基组成及制备 1、培养基的组成 动物细胞培养的培养基分为天然培养基和合成培养基两大类。天然培养基使用最早，营养成分高，也最为有效。但成分复杂，个体差异大，来源也缺乏，因而使用受到限制。动物血清是细胞培养中用量最大的天然培养基，血清含有丰富的营养物质，包括大分子蛋白质和核酸等，对动物细胞的生长繁殖具有促进作用。同时，血清对细胞贴壁和保护亦有明显作用，且能中和有毒物质的毒性，使细胞不受伤害。  图14-1动物细胞形态 （a）成纤维细胞型；（b）上皮细胞型；（c）游走细胞型；（d）多形性细胞型 合成培养基是根据天然培养基的成分，用化学物质模拟合成的，具有一定的组成。但这种模拟不是被动和不加选择的，而是在体外反复实验和筛选、进行强化和重新组合后形成的人工合成培养基。这种培养基在很多方面有天然培养基无法相比的优点。它给细胞提供了一个近似体内生存环境，又便于控制和标准化的体外生存环境。目前所有细胞培养室都己采用经标准化生产、组份和含量都相对固定的各种合成培养基，如Eagle基本培养基和更复杂的NCTC109，TC199，HEM，DME，RPMI1640，McCoy5A，HAMF12等。尽管现代的合成培养基成份和含量已经较为复杂，但仍然不能完全满足体外培养细胞生长的需要。在合成培养基中都或多或少的要加入—定比例的灭然培养基加以补充。目前多采用胎牛血清、小牛血清、马血清等，比例从百分之几到百分之几十不等，要根据需要而定。其他各种天然培养基也可根据需要加入。 合成培养基的种类虽多，但一般都含有氨基酸、维生素、碳水化合物、无机盐和一些其它辅助性成分。 (1)氨基酸 必需氨基酸是动物细胞本身不能合成的，因此，在制备培养基时需加入必需氨基酸，另外还需要半胱氨酸和酪氨酸。而且由于细胞系不同，对各种氨基酸的需要也不同。有时也加入其他非必需氨基酸，氨基酸浓度常常限制可得到的最大细胞密度，其平衡可影响细胞存活的生长速率。在细胞培养中，大多数细胞需要谷氨酰胺作为能源和碳源。 (2)维生素 Eagle基本培养基中只含B族维生素，其他维生素都靠从血清中取得。血清浓度降低时，对其他维生素的需求更加明显，但也有些情况，即使血清存在，它们也必不可少。维生素限制可从细胞存活和生长速率看出，而不是以最大细胞密度为指标。 (3)碳水化合物 碳水化合物是细胞生命的能量来源，有的是合成蛋白质和核酸的成分，主要有葡萄糖、核糖、脱氧核糖、丙酮酸钠和醋酸钠等。 (4)无机盐 无机盐是细胞的重要组成部分之一，它们积极参与细胞的代谢活动。无机盐中Na+、K+、Mg2+、Ca2+、Cl-、SO42-、PO43-和HCO3-等金属离子及酸根离子是决定培养基渗透压的主要成分。对悬浮培养，要减少钙，可使细胞聚集和贴壁最少，碳酸氢钠浓度与气相CO2浓度有关。 (5)有机添加剂 复杂培养基都含有核苷、柠檬酸循环中间体、丙酮酸、脂类、氧化还原剂如抗坏血酸、谷胱甘肽等及其他各种化合物。同样，当血清量减少时，必须添加这种化合物，它们对克隆和维持这些特殊细胞有益。 (6)血清 组织细胞培养中常用的天然培养基是血清。这是因为血清中含有大量的蛋白质、核酸、激素等丰富的营养物质，对促进细胞生长繁殖，粘附及中和某些物质的毒性起着一定的作用。最常用的是小牛血清，胎牛血清。人血清用于一些人细胞系。大多数动物细胞培养必须在培养基中添加血清，但在许多情况下，细胞可在无血清条件下维持和增殖。 目前合成培养基的配方都已相对固定，并形成配制好的干粉型商品。其成分趋于简单化，以能维持细胞生长的最低需求，而去除了不必要的成份。同时为适应某些特殊培养的需要补加—些新的成分，如培养杂交瘤细胞时采用DMEM培养基需补加丙酮酸钠和2-硫基乙醇；为增加细胞转化和DNA合成，有时补加植物血凝素(PHA)等。这些变化需根据实验和细胞的具体要求而定。 2、培养基制备以及制备过程中应考虑的因素 虽然各种培养基的组成各有不同、但形成商品化的干粉型培养基的配制方法却大同小异。绝大多数合成培养基的生产都己标准化、商品化。较为常用的培养基市场上很容易购得。这种干粉型培养基性质稳定，便于储存、运输、价格便宜，给使用和配制合成培养基带来很大方便。一般的特殊需求也多可在现有合成培养基基础上补加或调整某些成份予以满足。以往实验室自购各个组份，称量后再按一定顺序进行溶解配制的老方法，一方面需购置大量各种各样的成份，而且每种成份用量很少，很难控制和统一；另一方面要精确称量，顺序溶解，步骤繁琐，质量难以保证。除了因特殊需要而专门配制一些特殊培养基外，大部分已不再使用。 在制备培养基时，通常要考虑以下因素： (1)pH值 多数细胞系在pH=7.4下生长得很好。尽管各细胞株之间细胞生长最佳pH值变化很小，但一些正常的成纤维细胞系以pH=7.4～7.7最好，转化细胞以pH=7.0～7.4更合适。据报道，上皮细胞以pH=5.5合适。为确定最佳pH值，最好做一个简单的生长实验或特殊功能分析。 酚红常用作指示剂，pH=7.4呈红色，pH=7.0变橙色，pH=6.5变黄色，而pH=7.6呈红色中略带蓝色，pH=7.8呈紫色。由于对颜色的观察有很大的主观性，因而必须用无菌平衡盐溶液和同样浓度的酚红配一套标准样，放在与制备培养基相同的瓶子中。 (2)缓冲能力 碳酸盐缓冲系统由于毒性小、成本低、对培养物有营养作用，因此比其他缓冲系统用得多。在生理pH值条件下的缓冲能力差。 (3)渗透压 多数培养细胞对渗透压有很宽的耐受范围，一般常用冰点降低或蒸汽压升高测定。如果自己配培养基，可通过测定渗透压防止称量和稀释等造成的误差。 (4)粘度 培养基的粘度主要受血清含量的影响，在多数情况下，对细胞生长没有什么影响。在搅拌条件下，用羧甲基纤维素增加培养基的粘度，可减轻细胞损害。这对在低血清浓度或无血清下条件下培养细胞显得尤为重要。 三、动物细胞培养方法和环境要求 （一）动物细胞培养的方法 动物细胞的体外培养有两种类型，一类是贴壁依赖性细胞，大多数动物细胞，包括非淋巴组织的细胞和许多异倍体体系的细胞部属于这一类型。这一类需采用贴壁培养。另一类是非贴壁依赖性细胞，来源于血液、淋巴组织的细胞，许多肿瘤细胞(包括杂交瘤细胞)和某些转化细胞属于这一类型。这—类可采用类似微生物培养的方法进行悬浮培养。 所谓的贴壁培养是指大多数动物细胞在离体培养条件下都需要附着在带有适量正电荷的固体或半固体的表面上才能正常生长，并最终在附着表面扩展成单层。其基本操作过程是：先将采集到的活体动物组织在无菌条件下采用物理(机械分散法)或化学(酶消化法)的方法分散成细胞悬液，经过滤、离心、纯化、漂洗后接种到加有适宜培养液的培养皿(瓶、板)中，再放入二氧化碳培养箱进行培养。用此法培养的细胞生长良好且易于观察，适于实验室研究。但贴壁生长的细胞有接触抑制的特性，一旦细胞形成单层，生长就会受到抑制，细胞产量有限。如要继续培养，还需将已形成单层的细胞再分散，稀释后重新接种，然后进行传代培养。 而悬浮培养是指少数悬浮生长型动物细胞在离体培养时不需要附着物，悬浮于培养液中即可良好生长。悬浮生长的细胞其培养和传代都十分简便。培养时只需将采集到的活体动物组织经分散、过滤、纯化、漂洗后，按一定密度接种于适宜培养液中，置于特定的培养条件下即可良好生长。传代时不需要再分散，只需按比例稀释后即可继续培养。此法细胞增殖快，产量高，培养过程简单，是大规模培养动物细胞的理想模式。但在动物体中只有少数种类的细胞适于悬浮培养。 从培养方式来看，动物细胞无论是贴壁培养或是悬浮培养，均可采用分批式、分批补料式、半连续式、连续式等多种培养方式。从培养系统来看，主要采用中空纤维培养系统和微载体系统，且以灌注式连续培养方式为佳。 1、分批式培养(Batch culture) 分批式培养是指先将细胞和培养液一次性装入反应器内进行培养，细胞不断生长，同时产物也不断形成，经过一段时间的培养后，终止培养。在细胞分批培养过程中，不向培养系统补加营养物质，而只向培养基中通入氧，能够控制的参数只有pH值、温度和通气量。因此细胞所处的生长环境随着营养物质的消耗和产物、副产物的积累时刻都在发生变化，不能使细胞自始至终处于最优的条件下，因而分批培养并不是一种理想的培养方式。分批培养过程特征如图14-2。  图14-2 动物细胞分批式培养过程的特征 细胞分批式培养的生长曲线与微生物细胞的生长曲线基本相同。在分批式培养过程中，可分为延滞期、对数生长期、减速期、平稳期和衰退期等五个阶段。 分批培养过程中的延滞期是指细胞接种后到细胞分裂繁殖所需的时间，延滞期的长短根据环境条件的不同而不同，并受原代细胞本身的条件影响。一般认为，细胞延滞期是细胞分裂繁殖前的准备时期，一方面，在此时期内细胞不断适应新的环境条件，另一方面又不断积累细胞分裂繁殖所必需的一些活性物质，并使之达到一定的浓度。因此，一般选用生长比较旺盛的处于对数生长期的细胞作为种子细胞，以缩短延滞期。 细胞经过延滞期后便开始迅速繁殖，进入对数生长期，在此时期细胞随时间呈指数函数形式增长，细胞的比生长速率为一定值，根据定义  （14-1） 则  （14-2） 式中 t：培养时间（h）； X0：细胞的初始浓度； X：t时刻的细胞浓度； μ：细胞的比生长速率。 细胞通过对数生长期迅速生长繁殖后，由于营养物质的不断消耗、抑制物等的积累、细胞生长空间的减少等原因导致生长环境条件不断变化，细胞经过减速期后逐渐进入平稳期，此时，细胞的生长、代谢速度减慢，细胞数量基本维持不变。 在经过平稳期之后，由于生长环境的恶化，有时也有可能由于细胞遗传特性的改变，细胞逐渐进入衰退期而不断死亡，或由于细胞内某些酶的作用而使细胞发生自溶现象。  图14-3 典型的分批培养随时间的变化曲线 在分批培养过程中，与细胞的生长、代谢相关的主要参数有限制性营养物质浓度及其比消耗速率、细胞密度及其比生长速率、产物浓度及其生成速率、抑制物的浓度等。根据比速率的定义，分批式培养过程有下述方程： 细胞生长速率  （14-3） 底物消耗速率  （14-4） 产物形成速率  （14-5） 式中 μ：细胞的比生长速率： S：底物浓度 QS：基质比消耗速率； P：产物浓度； QP：产物比生产速率。 典型的分批培养随时间变化的过程曲线如图14-3所示。 由于分批式培养过程的环境随时间变化很大，而且在培养的后期往往会出现营养成分缺乏或抑制性代谢物的积累使细胞难以生存，不能使细胞自始至终处于最优的条件下生长、代谢，因此在动物细胞培养过程中采用此法的效果不佳。 2、分批补料式培养(Fed-batch culture) 分批补料式培养是指先将一定量的培养液装入反应器，在适宜的条件下接种细胞，进行培养，使细胞不断生长，产物不断形成，而在此过程中随着营养物质的不断消耗，不断地向系统中补充新的营养成分，使细胞进一步生长代谢，直到整个培养结束后取出产物。分批补料式培养只是向培养系统补加必要的营养成分，以维持营养物质的浓度不变。由于分批补料式培养能控制更多的环境参数，使得细胞生长和产物生成容易维持在优化状态。 分批补料式培养过程的特征如图14-4所示。分批补料式培养的特点就是能够调节培养环境中营养物质的浓度：一方面，它可以避免在某种营养成分的初始浓度过高时影响细胞的生长代谢以及产物的形成；另一方面，它还能防止某些限制性营养成分在培养过程中被耗尽而影响细胞的生长和产物的形成。同时在分批补料式培养过程中，由于新鲜培养液的加入，整个过程的反应体积是变化的。  图14-4 流加式培养过程的特征 根据分批补料控制方式不同，有两种分批补料式培养方式：无反馈控制流加和有反馈控制流加。无反馈控制流加包括定流量流加和间断流加等；有反馈控制流加一般是连续或间断地测定系统中限制性营养物质的浓度，并以此为控制指标来调节流加速率或流加液中营养物质的浓度等。由于分批补料式培养的反应体积不断变化，培养过程中的各参数变化可写为  （14-6）  （14-7）  （14-8）  （14-9） 式中 V：培养液的体积； F（t）：流加液的流速； S：流加液的基质浓度； YX/S：基于一定基质的细胞产率； M：维持常数。 3、半连续式培养(Semi-continuous culture) 半连续式培养是在分批式培养的基础上，将分批培养的培养液部分取出，并重新补充加入等量的新鲜培养基，从而使反应器内培养液的总体积保持不变的培养方式。 在半连续式培养过程，如反应器内的培养液体积为V，换液量为V′，替换率D=V′/ V。对于悬浮培养，D′与比生长速率μ′有如下的关系  （14-10）  （14-11） 4、连续式培养(Continuous culture) 连续式培养是指将细胞种子和培养液一起加入反应器内进行培养，一方面新鲜培养液不断加入反应器内，另一方面又将反应液连续不断地取出，使反应条件处于一种恒定状态。与分批式培养不同，连续式培养可以保持细胞所处环境条件长时间地稳定，可以使细胞维持在优化的状态下，促进细胞的生长和产物的形成。由于连续式培养过程可以连续不断地收获产物，并能提高细胞密度，在生产上已被应用于培养非贴壁依赖性细胞。 动物细胞的连续培养一般是采用灌注培养。灌注培养是把细胞接种后进行培养，一方面连续往反应器中加入新鲜的培养基，同时又连续不断地取出等量的培养液，但是过程中不取出细胞，细胞仍留在反应器内，使细胞处于一种营养不断的状态。高密度培养动物细胞时，必须确保补充给细胞足够的营养以及除去有毒的代谢物。灌注培养时用新鲜培养液进行添加，确保上述目的实现。通过调节添加速度，则使培养保持在稳定的、代谢副产物低于抑制水平的状态。采用此法，可以大大提高细胞的生长密度，有助于产物的表达和纯化。 对于有细胞排出的培养系统，进行物料街算可得：  (14-12)  (14-13)  (14-14) 式中 V：反应器工作体积； F：培养液流入(或流出)速率； Sin：流入液中限制性营养物质浓度； S：反应器内该物质浓度，其余同前。 若令稀释率D＝F/V，则可得出状态方程：  (14-15)  (14-16)  (14-17) 在稳定状态下，μ=D，即细胞比生长速率与稀释率相等。换言之，对于悬浮细胞的培养，当有细胞排出时，稀释率不得大于细胞最大比生长速率，否则细胞便会全部洗出。对于贴壁依赖性细胞(或细胞不被排出的情况下)，细胞密度的增加受生长表面的限制，式(14-12)不适用，但是，稀释率过高，产物浓度势必下降，培养液消耗也上升，因此，需要进行优化，从而有效地提高生产率。 由于连续培养过程可以连续不断地收获产物，并能提高细胞密度，因此，在生产中广泛被采用。如英国Celltech公司采用灌注培养杂交瘤细胞，连续不断地生产单克隆抗体，获得巨大经济效益。虽然灌注培养具有不少优点，但也存在培养基消耗量比较大，操作过程复杂，培养过程中，易受污染等缺点。 （二）细胞培养的环境要求 细胞的生长、繁殖和代谢等生理性质，在很大程度上受各种环境因素的影响。为了使动物细胞反应处于最佳状态，了解环境因素对其影响无疑是很重要的。影响动物细胞生长、繁殖的环境因素很多，主要有细胞生长的支持物、气体交换、培养温度、pH、渗透压及其它因素等方面。 1、支持物 体外培养的大多数动物细胞需在人工支持物上单层生长。在早期的实验中，用玻璃作为支持物，开始是由于它的光学特性，后来发现它具有合适的电荷适合于细胞贴壁和生长。 (1)玻璃 玻璃常用作支持物。它很便宜，容易洗涤，且不损失支持生长的性质，可方便地用于干热或湿热灭菌，透光性好，强碱可使玻璃对培养产生不良影响，但用酸洗中和后即可。 (2)塑料制品 一次性的聚苯乙烯瓶是一种方便的支持物。但制成的聚苯乙烯是疏水性的，但它不适合于细胞生长，所以细胞培养用的塑料用品要用γ射线、化学药品或电弧处理使之产生带电荷的表面，具有可润湿性。它光学性质好，培养表面平。除此之外，细胞也可在聚氯乙烯、聚碳酸酯、聚四氟乙烯和其他塑料上生长。 (3)微载体 大规模动物细胞贴壁培养最常用的支持物是微载体。其材料有聚苯乙烯、交联葡萄糖、聚丙烯酰胺、纤维素衍生物、几丁质、明胶等。通常用特殊的技术制成100～200μm直径的圆形颗粒，微载体的制备是一种较复杂的技术，微载体的价格一般也比较贵。但它的最大优点是使贴壁细胞可以像悬浮培养那样进行。微载体表面光滑，有的还在表面深层，使表面带有少量正电荷，适合于细胞贴附。微载体大多都是一次性的，不能重复使用。 支持物通过各种预处理后，可改善细胞的贴壁和生长性能。用过的玻璃容器比新的更适合细胞生长。这可能归因于培养后的表面的蚀刻和剩余的微量物质，培养瓶中细胞的生长也可以改善表面以利第二次接种，这类调节因素可能是由于细胞释放出的胶原或黏素。 2、气体交换 (1)氧气 气相中的重要成分是氧气和二氧化碳。各种培养对氧的要求不同，大多数动物细胞培养适合于大气中的氧含量或更低些。据报道，对培养基硒含量的要求与氧浓度有关，硒有助于除去呈自由基状态的氧。在大规模细胞培养中，氧可能成为细胞密度的限制因素。 (2)二氧化碳 二氧化碳对动物细胞培养起着相对复杂的作用，气相中的C02浓度直接调节溶解态C02的浓度，溶解态的C02受温度影响，C02溶于培养基中形成H2C03，产生H2C03又能再离解：  （14-18） 由于HCO3-与多数阳离子的离解数很小，趋于结合态，故使培养基变酸。提高气相中CO2含量的结果是降低培养液pH值，而它又被加入NaHC03浓度所中和：  （14-19） 若HCO3-浓度增加，则式(14-18)平衡向左边移动，直到系统在pH=7.4达到平衡。如果换用其他物质，如NaOH，实际效果是一样的：  （14-20） 3、培养温度 温度是细胞在体外生存的基本条件之一，来源不同的动物细胞，其最适生长温度不尽相同。例如鱼属变温动物，鱼细胞对温度变化耐受力较强，冷水、凉水、温水鱼细胞适宜培养温度分别为20℃、23℃、26℃，昆虫细胞为25~28℃，人和哺乳动物细胞最适宜的温度为37℃，温度不超过39℃。细胞代谢强度与温度成正比，偏高于此温度范围，细胞的正常代谢和生长将会受到影响，甚至导致死亡。总的来说，细胞对低温的耐受力比对高温的耐受力强；如温度上升到45℃时，在1h内细胞即被杀死。在4l~42℃虽然细胞尚能生存，但为时很短，10~24h后即褪变或死亡。相反，降低温度把细胞置于25~35℃时，它们仍能生长，但速度缓慢，并维持长时间不死，放在4℃，数小时后再置于37℃培养细胞仍继续生长。如温度降至冰点以下，细胞可因胞质结冰而死亡。但如向培养液中加入保护剂(二甲基亚砜或甘油)，可以把细胞冻结贮存于液氮中，温度达-196℃，能长期保存下去，解冻后细胞复苏，仍能继续生长。 一般来说，变温动物细胞有较大的温度范围，但应保持在一个恒定值，且在所属动物的正常温度范围内，培养反应器既能加热，又能冷却，因为培养温度可能要求低于环境温度。 温度调节的范围最大不超过±0.5℃。培养温度不仅始终一致，而且在培养器各个部位都应恒定，在培养中温度的恒定比准确更重要。 4、pH 合适的pH也是细胞生存的必要条件之一，动物细胞合适的pH值一船在7.2~7.4，低于6.8或高于7.6都对细胞产生不利的影响，严重时可导致细胞褪变或死亡。不同细胞对pH也有不同要求：原代培养细胞对pH变动耐受性差，传代细胞系耐受性较强。对于同一种细胞，生长期和维持期最适pH也不尽相同，对大多数细胞来说，偏酸性环境比碱性环境更利于生长，如有人证明，原代羊水细胞培养在pH6.8时最适。 初代培养的新鲜组织或经过消化成分散状态的细胞，对环境的适应力差，此时应严格控制培养基的pH值，否则，细胞难以生长。细胞量少时比细胞量多时对pH变动耐力差。生长旺盛细胞代谢强，产生CO2多，培养基pH下降快，如果CO2从培养环境中逸出，则pH升高。上述两种情况对细胞都将产生不利影响。因此，维持细胞生存环境中的pH是至关重要的。最常用的方法是加磷酸缓冲液，缓冲液中的碳酸氢钠，具有调节CO2的作用，因而在一定范围内可调节培养基的pH值。由于CO2容易从培养环境中逸出，故只适用封闭式培养。为克服碳酸氢钠的这个缺点，有时也采用羟乙基哌嗪乙烷硝酸(HEPES)，它对细胞无甚作用，主要是防止pH迅速波动，具有较强的稳定培养基pH的能力。 5、渗透压 渗透压对动物细胞也有影响。有些动物细胞如HeLa细胞或其它确定细胞系，对渗透压具有较大耐受性，而原代细胞和正常二倍体细胞对渗透压波动比较敏感。人血浆渗透压约290mOsm/kg，为细胞的理想渗透压，对多数细胞来说，260~320mOsm/kg是适宜的。 6、其它因素 除上述因素外，其它因素如血清、剪切力等对细胞也有很大影响。总之，影响动物细胞生长及产物合成的因素很多，由于情况比较复杂，需要根据具体情况进行分析。 四、动物细胞大规模培养工艺 大规模动物细胞培养的工艺流程如图14-5所示，先将组织切成碎片，然后用溶解蛋白质的酶处理得到单个细胞，收集细胞并离心。获得的细胞植入营养培养基中，使之增殖至覆盖瓶壁表面，用酶把细胞消化下来，再接种到若干培养瓶以扩大培养，获得的细胞可作为“种子”进行液氮保存。需要时，从液氮中取出一部分细胞解冻，复活培养和扩培，之后接入大规模反应器进行产品生产。需要诱导的产物或者病毒感染后才能得到产物的细胞，需在生产过程中加入适量的诱导物或感染病毒，再经分离纯化获得目的产品。  图14-5 大规模动物细胞培养工艺流程 第二节 植物细胞大规模培养技术 植物细胞培养是指在离体条件下培养植物细胞的方法。将愈伤组织或其他易分散的组织置于液体培养基中，进行振荡培养，使组织分散成游离的悬浮细胞，通过继代培养使细胞增殖，获得大量的细胞群体。小规模的悬浮培养在培养瓶中进行，大规模者可利用发酵罐生产。 植物细胞培养是在植物组织培养技术基础上发展起来的。1902年Haberlandt确定了植物的单个细胞内存在其生命体的全部能力(全能性)，使成为植物组织培养的开端。其后，为了实现分裂组织的无限生长，对外植体的选择及培养基等方面进行了探索。20世纪30年代，组织培养取得了飞速的发展，细胞在植物体外生长成为可能。1939年Gautheret，Nobercourt，White分别成功地培养了烟草、萝卜的细胞，至此，植物组织培养才真正开始。50年代，Talecke和Nickell确立了植物细胞能够成功地生长在悬浮培养基中。自1956年Nic-kell和Routin第一个申请用植物组织细胞培养产生化学物质的专利以来，应用细胞培养生产有用的次生物质的研究取得了很大的进展。随着生物技术的发展，细胞原生质体融合技术使植物细胞的人工培养技术进入了一个新的更高的发展阶段。借助于微生物细胞培养的先进技术，大量培养植物细胞的技术日趋完善，并接近或达到工业生产的规模。 植物细胞培养技术广泛用于农业、医药、食品、化妆品、香料等生产上，据报道，全美国的药方中四分之一是含有来源于植物的药品。尽管通过植物细胞培养可以获得许多产品，但总的来说分为两类：初级代谢产物(包括细胞本身为产物)和次级代谢产物。目前，细胞本身作为最终产物并不经济。大规模培养植物细胞主要用于生产次级代谢产物。有些产物通过化学方法合成很不经济；有些产物其唯一来源只能是植物，而许多有价值的植物必须生长在热带或亚热带地区，还要受到其它自然条件(如干旱、疾病)和人为条件(如政策)的影响。最不能克服的是，有些植物从种植到收获要花几年时间，又根难选出高产植株，不能满足需要。因此，可以通过采用大规模植物细胞培养技术直接生产。例如，紫草宁(shikonvin)是典型的通过大规模培养植物细胞生产的产品。紫草宁既可作为染料又可入药，价值高达＄4500/kg，但是紫草(dithospermum)需要生长2~3年，其紫草宁浓度才达到干重的1%~2%，远不能满足需要。而通过大规模培养紫草宁可在短时间内（3周左右）大量生产紫草宁（干重的14%左右）。由此可见，植物细胞培养技术应用于大规模有价值产品的生产具有巨大潜力。 一、植物细胞培养基的组成和制备 1、细胞培养基的组成 确定植物细胞工业规模培养的培养基是个重要而复杂的问题。首先植物细胞培养基较微生物培养基复杂得多，且工业化培养基又不同于实验室用培养基，即便是工业化培养本身，甚至因培养目的及培养阶段不同而采用不同培养基。植物细胞大规模培养目的是生产细胞、初级代谢产物、次级代谢产物、疫苗或用于生物转化，迄今虽有几种已知成分培养基为人们普遍采用，但不同培养基培养结果不同。因此，需要根据不同培养对象、培养目的及培养条件探索适宜培养基。选择培养基的基本原则是培养过程使细胞总体积倍增时间1天左右为宜，但适宜于细胞生长的培养基，不一定适合于生产次生代谢产物及其它目的，通常需根据培养目标设计相应培养基，如需生产次生代谢产物时，除选用促进细胞生长培养基外，尚需提高次生代谢成为产率的培养基，待细胞生长至静止期时用以生产次生代谢产物。Morris在长春花细胞悬浮培养过程，对培养基进行组合研究并考察其蛇根碱、阿玛碱及其它生物碱产量的变化，发现细胞生长阶段和产物生产阶段采用不同培养基，各种产物均有不同程度增加，说明不同培养阶段必需采用不同培养基；又如锦紫苏悬浮细胞培养，首先从15种培养基种筛选出迷失香酸产率高的B5培养基，经试验又向其中添加2，4-二甲基苯氧乙酸作为激素，再用于培养锦紫苏细胞，产物生成量提高40%；又将蔗糖浓度由2%提高到7%，产物量又明显提高，且产物积累量可达到干细胞量13-15%；因此，在培养的不同阶段采用不同培养基以促进细胞生长及其它目的，是十分重要的。 无论培养目标设计是针对细胞生长还是针对代谢产物的积累，其培养基主要由碳源、有机氮源、无机盐、植物生长激素、有机酸和一些复合物质组成。 (1)碳源 蔗糖或葡萄糖是常用的碳源，果糖比前二者差。其他的碳水化合物不适合作为单一的碳源。通常增加培养基中蔗糖的含量，可增加培养细胞的次生代谢产物量。 (2)有机氮源 通常采用的有机氮源有蛋白质水解物(包括酪蛋白质水解物)、谷氨酰胺或氨基酸混合物。有机氮源对细胞的初级培养的早期生长阶段有利。L-谷氨酰胺可代替或补充某种蛋白质水解物。 (3)无机盐类 对于不同的培养形式，无机盐的最佳浓度是不相同的。通常在培养基中无机盐的浓度应在25mmol左右。硝酸盐浓度一般采用25～40mmol／L，虽然硝酸盐可以单独成为无机氮源，但是加入铵盐对细胞生长有利。如果添加一些琥珀酸或其他有机酸，铵盐也能单独成为氮源。培养基中必须添加钾元素，其浓度为20mmol／L，磷、镁、钙和硫元素的浓度在1～3mmol／L之间。 (4)植物生长激素 大多数植物细胞培养基中都含有天然的和合成的植物生长激素。激素分成两类既生长素和分裂素。生长素在植物细胞和组织培养中可促使根的形成，最有效和最常用的有吲哚丁酸(IBA)、吲哚乙酸和奈乙酸。分裂素通常是腺嘌呤衍生物。使用最多的是6-苄氨基嘌呤(BA)和玉米素(Z)。分裂素和生长素通常一起使用，促使细胞分裂、生长。其使用量在0.1～10mg／L之间，根据不同细胞株而异。 (5)有机酸 加入丙酮酸或者三羧酸循环中间产物如柠檬酸、琥珀酸、苹果酸，能够保证植物细胞在以铵盐作为单一氮源的培养基上生长，并且耐受钾盐的能力至少提高到10mmol。三羧酸循环中间产物，同样能提高低接种量的细胞和原生质体的生长。 表14-3 常用植物细胞培养基的组成（mg/L） 成 分 培 养 基 种 类   MS B5 E1 N6 NN L2  MgSO4·7H2O KH2PO4 NaH2PO4·H2O KNO3 CaCl2·H2O NH4NO3 （NH4）2SO4 H3BO3 MnSO4·H2O Zn SO4·7H2O NaMoO4·2H2O CuSO4·5H2O CoCl2·6H2O KI FeSO4·7H2O Na2-EDTA Na- Fe-EDTA 甘氨酸 蔗糖 维生素B1 维生素B5 烟酸 肌醇 pH值 370 170 1900 440 1650 6.2 15.6 8.6 0.25 0.025 0.025 0.83 27.8 37.5 2 30×103 0.5 0.5 0.5 100 5.8 250 150 2500 150 134 3.0 10.0 2.0 0.25 0.025 0.025 0.75 40.0 20×103 10.0 1.0 1.0 100 5.5 400 250 2100 450 600 3.0 10.0 2.0 0.25 0.025 0.025 0.8 40.0 25×103 10.0 1.0 1.0 250 5.5 185 400 2830 166 463 1.6 3.3 1.5 0.25 0.025 0.8 27.8 37.3 40 50×103 1.0 0.5 0.5 5.8 185 68 950 166 720 10.0 19.0 10.0 0.25 0.025 0.025 100 5 20×103 0.5 0.5 5.0 100 5.5 435 325 85 2100 600 1000 5.0 15.0 5.0 0.4 0.1 0.1 1.0 25.0 25×103 2.0 0.5 250 5.8  (6)复合物质 通常作为细胞的生长调节剂如酵母抽提液、麦芽抽提液、椰子汁和水果汁。目前这些物质已被已知成分的营养物质所替代。在许多例子中还发现，有些抽提液对细胞有毒性。目前仍在广泛使用的是椰子汁，在培养基中浓度是1～15mmol／L。 目前应用最广泛的基础培养基主要有MS、B5、E1、N6、NN和L2等（表14-3）。 2、培养基的制备 培养基中使用的无机盐、碳源、维生素和生长激素应该采用高纯度级的药品。生长激素、2，4-D和NAA等在使用前需要重结晶提纯，其酒精一水溶液要用吸附法脱色处理。对于像2，4-D、IAA和NAA这样难溶于水的试剂，配溶液时可先溶于2～5ml酒精中，然后慢慢加入蒸馏水，稍微加热，稀释至所需体积，再调节pH。配制培养基应采用蒸馏水或者高纯度的去离子水。在培养基配制过程中可用0.5mol/L的HCl或0.2mol／LNaOH调节pH，固体培养基加入琼脂0.6%～1.0%，120℃蒸汽灭菌15～20min。对于一些热敏性化合物，应该用过滤法灭菌，如L-谷氨酰胺、植物生长激素、椰子汁等，然后再按无菌操作加入到已灭菌的培养基中。 由于培养基配比中有些组分量很小，种类又很多，配制起来很繁琐。因此往往把培养基配成使用浓度的10倍或者100倍的母液，分成小瓶后冷冻保存，使用时再稀释到正常浓度。经稀释后的培养基应放在10℃以下冰箱中保藏。为了防止在高浓度下培养基组分间相互作用产生沉淀，CaCl2、KI和EDTA钠铁盐等要单独配制保存，使用时再稀释混合。 二、植物细胞培养流程和方法 植物细胞培养与微生物细胞培养类似，可采用液体培养基进行悬浮培养。植物组织细胞的分离，一般采用次亚氯酸盐的稀溶液、福尔马林、酒精等消毒剂对植物体或种子进行灭菌消毒。种子消毒后在无菌状态下发芽，将其组织的一部分在半固体培养基上培养，随着细胞增殖形成不定形细胞团(愈伤组织)，将此愈伤组织移入液体培养基振荡培养。如植物体也可采用同样方法将消毒后的组织片愈伤化，可用液体培养基振荡培养，愈伤化时间随植物种类和培养基条件而异，慢的需几周以上，一旦增殖开始，就可用反复继代培养加快细胞生殖。 继代培养可用试管或烧瓶等，大规模的悬浮培养可用传统的机械搅拌罐、气升式发酵罐。其流程见图14-6。  外植体的选择和培养 愈伤化 摇瓶培养 大规模悬浮培养 图14-6 植物细胞大规模培养流程 植物细胞培养系统可以粗略地分为固体培养和液体培养，每种培养方式又包括若干种方法，见图14-7。 三、植物细胞培养方法 植物细胞培养根据不同的方法可分为不同的类型。按培养对象可分为单倍体细胞培养和原生质体培养；按培养基可分为固体培养和液体培养；按培养方式又可分为悬浮培养和固定化细胞培养。 (1)单倍体细胞培养 主要用花药在人工培养基上进行培养，可以从小孢子(雄性生殖细胞)直接发育成胚状体，然后长成单倍体植株；或者是通过组织诱导分化出芽和根，最终长成植株。 琼脂培养 固体培养 固定化培养 细胞培养 摇瓶悬浮培养 液体培养 分批培养 大规模培养 半连续培养 恒化培养 连续培养 恒浊培养 图14-7 植物细胞的培养系统 (2)原生质体培养 植物的体细胞(二倍体细胞)经过纤维素酶处理后可去掉细胞壁，获得的除去细胞壁的细胞称为原生质体。该原生质体在良好的无菌培养基中可以生长、分裂，最终可以长成植株。实际过程中，也可以用不同植物的原生质体进行融合与体细胞杂交，由此可获得细胞杂交的植株。 (3)固体培养 固体培养是在微生物培养的基础上发展起来的植物细胞培养方法。固体培养基的凝固剂除去特殊研究外，几乎都使用琼脂，浓度一般为2％～3％，细胞在培养基表面生长。原生质体固体培养则需混入培养基内进行嵌合培养，或者使原生质体在固体-液体之间进行双相培养。 (4)液体培养液体培养 也是在微生物培养的基础上发展起来的植物细胞培养方法。液体培养可分为静止培养和振荡培养等两类。静止培养不需要任何设备，适合于某些原生质体的培养。振荡培养需要摇床使培养物和培养基保持充分混合以利于气体交换。 (5)悬浮培养植物细胞的悬浮培养 是一种使组织培养物分离或单细胞并不断扩增的方法。在进行细胞培养时，需要提供容易破裂的愈伤组织进行液体振荡培养，愈伤组织经过悬浮培养可以产生比较纯一的单细胞。用于悬浮培养的愈伤组织应该是易碎的，这样在液体培养条件下能获得分散的单细胞，而紧密不易碎的愈伤组织就不能达到上述目的。 (6)固定化培养 固定化培养是在微生物和酶的固定化培养基础上发展起来的植物细胞培养方法。该法与固定化酶或微生物细胞类似，应用最广泛的，能够保持细胞活性的固定化方法是将细胞包埋于海藻酸盐或卡拉胶中。 四、植物细胞的大规模培养技术 目前用于植物细胞大规模培养的技术主要有植物细胞的大规模悬浮培养和植物细胞或原生质体的固定化培养。 (一)植物细胞的大规模悬浮培养 悬浮培养通常采用水平振荡摇床，可变速率为30～150r／min，振幅2～4cm，温度24～30℃。适合于愈伤组织培养的培养基不一定适合悬浮细胞培养。悬浮培养的关键就是要寻找适合于悬浮培养物快速生长，有利于细胞分散和保持分化再生能力的培养基。 1、悬浮培养中的植物细胞的特性 由于植物细胞有其自身的特性，尽管人们已经在各种微生物反应器中成功进行了植物细胞的培养，但是植物细胞培养过程的操作条件与微生物培养是不同的。与微生物细胞相比，植物细胞要大得多，其平均直径要比微生物细胞大30～100倍。同时植物细胞很少是以单一细胞形式悬浮存在，而通常是以细胞数在2～200之间，直径为2mm左右的非均相集合细胞团的方式存在。根据细胞系来源、培养基和培养时间的不同，这种细胞团通常由以下几种方式存在：①在细胞分裂后没有进行细胞分离；②在间歇培养过程中细胞处于对数生长后期时，开始分泌多糖和蛋白质；③以其他方式形成粘性表面，从而形成细胞团。当细胞密度高、粘性大时，容易产生混合和循环不良等问题。 由于植物细胞的生长速度慢，操作周期就很长，即使间歇操作也要2～3周，半连续或连续操作更是可长达2～3个月。同时由于植物细胞培养培养基的营养成分丰富而复杂，很适合于真菌的生长。因此，在植物细胞培养过程中，保持无菌是相当重要的。 2、植物细胞培养液的流变特性 由于植物细胞常常趋于成团，且不少细胞在培养过程中容易产生粘多糖等物质，使氧传递速率降低，影响了细胞的生长。对于植物细胞培养液的流变特性的认识目前还是很肤浅的，人们常用粘度这一参数来描述培养液的流变学特征。培养过程中培养液的粘度一方面由细胞本身和细胞分泌物等存在，另一方面还依赖于细胞年龄、形态和细胞团的大小。在相同的浓度下，大细胞团的培养液的表观粘度明显大于小细胞团的培养液的表观粘度。 3、植物细胞培养过程中的氧传递 所有的植物细胞都是好气性的，需要连续不断地供氧。由于植物细胞培养时对溶氧的变化非常敏感，太高或太低均会对培养过程产生不良地影响，因此，大规模植物细胞培养对供氧和尾气氧的监控十分重要。与微生物培养过程相反，植物细胞培养过程并不需要高的气液传质速率，而是要控制供氧量，以保持较低的溶氧水平。 氧气从气相到细胞表面的传递是植物细胞培养中的一个基本问题。大多数情况下，氧气的传递与通气速率、混合程度、气液界面面积、培养液的流变学特性等有关，而氧的吸收却与反应器的类型、细胞生长速率、pH值、温度、营养组成以及细胞的浓度等有关。通常也用体积氧传递系数(KLa)来表示氧的传递，事实证明体积氧传递系数能明显地影响植物细胞的生长。 培养液中通气水平和溶氧浓度也能影响到植物细胞的生长。长春花细胞培养时，当通气量从0.25L／(L·min)上升至0.38L／(L·min)时，细胞的相对生长速率可从0.34d-1上升至0.41d-1；而当通气量再增加时，细胞的生长速率反而会下降。曾在不同氧浓度时对毛地黄细胞进行了培养，当培养基中氧浓度从10％饱和度升至30％饱和度时，细胞的生长速率从0.15d-1升至0.20d-1，如果溶氧浓度继续上升至40％饱和度时，细胞的生长速率却反而降至0.17d-1。这就说明过高的通气量对植物细胞的生长是不利的，会导致生物量的减少，这一现象很可能是高通气量导致反应器内流体动力学发生变化的结果，也可能是由于培养液中溶氧水平较高，以至于代谢活力受阻。 由上述情况可以看出，氧对植物细胞的生长来说是很重要的，但是C02的含量水平对细胞的生长同样相当重要。研究发现，植物细胞能非光合地固定一定浓度的C02，如在空气中混以2%～4%的C02能够消除高通气量对长春花细胞生长和次级代谢物产率的影响。因此，对植物细胞培养来说，在要求培养液充分混合的同时，C02和氧气的浓度只有达到某一平衡时，才会很好地生长，所以植物细胞培养有时需要通入一定量的C02气体。 4、泡沫和表面粘附性 植物细胞培养过程中产生泡沫的特性与微生物细胞培养产生的泡沫是不同的。植物细胞培养过程中产生的气泡比微生物培养系统中气泡大，且被蛋白质或粘多糖覆盖，因而粘性大，细胞极易被包埋于泡沫中，造成非均相的培养。尽管泡沫对于植物细胞来说，其危害性没有微生物细胞那么严重，但如果不加以控制，随着泡沫和细胞的积累，也会对培养系统的稳定性产生很大的影响。 5、悬浮细胞的生长与增殖 由于悬浮培养具有三个基本优点：①增加培养细胞与培养液的接触面，改善营养供应；②可带走培养物产生的有害代谢产物，避免有害代谢产物局部浓度过高等问题；③保证氧的充分供给。因此，悬浮培养细胞的生长条件比固体培养有很大的改善。 悬浮培养时细胞的生长曲线如图14-8所示，细胞数量随时间变化曲线呈现S形。在细胞接种到培养基中最初的时间内细胞很少分裂，经历一个延滞期后进入对数生长期和细胞迅速增殖的直线生长期，接着是细胞增殖减慢的减慢期和停止生长的静止期。整个周期经历时间的长短因植物种类和起始培养细胞密度的不同而不同。在植物细胞培养过程中，一般在静止期或静止期前后进行继代培养，具体时间可根据静止期细胞活力的变化而定。  图14-8悬浮培养时细胞的生长曲线 6、细胞团和愈伤组织的再形成和植株的再生 悬浮培养的单个细胞在3～5d内即可见细胞分裂，经过一星期左右的培养，单个细胞和小的聚集体不断分裂而形成肉眼可见的小细胞团。大约培养两周后，将细胞分裂再形成的小愈伤组织团块及时转移到分化培养基上，连续光照，三星期后可分化成试管苗。 (二)植物细胞或原生质体的固定化培养 经过多年的研究发现，与悬浮培养相比，固定化培养具有很多优点：（1）提高了次生物质的合成、积累；（2）能长时间保持细胞活力；（3）可以反复使用；（4）抗剪切能力强；（5）耐受有毒前体的浓度高；（6）遗传性状较稳定；（7）后处理难度小；（8）更好的光合作用；（9）促进或改变产物的释放。 1979年，Brodelius首次将高等植物细胞固定化培养以获得目的次级代谢产物，此后，植物细胞的固定化培养得到不断的发展，逐步显示其优势。不完全统计，约有50多种植物细胞已成功地进行了固定化培养. 植物细胞的固定化常采用海藻酸盐、卡拉胶、琼脂糖和琼脂材料，均采用包埋法，其他方式的固定化植物细胞很少使用。 原生质体比完整的细胞更脆弱，因此，只能采用最温和的固定化方法进行固定化，通常也是用海藻酸盐、卡拉胶和琼脂糖进行固定化。 五、影响植物细胞培养的因素 植物细胞生长和产物合成动力学也可分为三种类型：①生长偶联型，产物的合成与细胞的生长呈正比；②中间型，产物仅在细胞生长一段时间后才能合成，但细胞生长停止时，产物合成也停止；③非生长偶联型，产物只有在细胞生长停止时才能合成。事实上，由于细胞培养过程较复杂，细胞生长和次级代谢物的合成很少符合以上模式，特别是在较大的细胞群体中，由于各细胞所处的生理阶段不同，细胞生长和产物合成也许是群体中部分细胞代谢的结果。此外，不同的环境条件对产物合成的动力学也有很大的影响。 1、细胞的遗传特性 从理论上讲，所有的植物细胞都可看做是一个有机体，具有构成一个完整植物的全部遗传信息。在生化特征上，单个细胞也具有产生其亲本所能产生的次生代谢物的遗传基础和生理功能。但是，这一概念决不能与个别植株的组织部位相混淆，因为某些组织部位所具有的高含量的次生代谢物并不一定就是该部位合成的，而有可能是在其他部位合成后通过运输在该部位上积累的。有的植物在某一部位合成了某一产物的直接前体而转运到另一部位，通过该部位上的酶或其他因子转化。如尼古丁是在烟草根部细胞内合成后输送到叶部细胞内的，另外有些次生物在植物某一部位形成中间体，然后再转移另一部位经酶转化而成。因此，在进行植物细胞的培养时，必须弄清楚产物的合成部位。同时，在注意到整体植物的遗传性时，还必须考虑到各种不同的细胞。 细胞种质影响 2、培养环境 由于各类代谢产物是在代谢过程的不同阶段产生的，因此通过植物细胞培养进行次生代谢产物生产所受的限制因子是比较复杂的。各种影响代谢过程的因素都可能对它们发生影响，这些因素主要有光、温度、搅拌、通气、营养、pH值、前体和调节因子等。 (1)温度 植物细胞培养通常是在25℃左右进行的，因此一般来说在进行植物细胞培养时很少考虑温度对培养影响。但是实际上，无论是细胞培养物的生长或是次生代谢物的合成和积累，温度都是起着一定的作用，需要引起一定的重视。 (2)pH值 植物细胞培养的最适pH值一般在5～6。但由于在培养过程中，培养基的pH值可能有很大的变化，对培养物的生长和次生代谢产物的积累十分不利，因此需要不断调节培养液的pH值，以满足细胞的生长和产物代谢、积累的需要。 (3)营养成分 尽管植物细胞能在简单的合成培养基生长，但营养成分对植物细胞培养和次生代谢产物的生成仍有很大的影响。营养成分一方面要满足植物细胞的生生长所需，另一方面要使每个细胞都能合成和积累次生代谢产物。普通的培养基主要是为了促进细胞生长而设计的，它对次生代谢产物的产生并不一定最合适。一般地说增加氮、磷和钾的含量会使细胞的生长加快，增加培养基中的蔗糖含量可以增加细胞培养物的次生代谢物。 (4)光 光照时间的长短、光的强度对次生代谢产物的合成都具有一定的作用。一般来说愈伤组织和细胞生长不需要光照，但是光对细胞代谢产物的合成有很重要的影响。有人研究了光对黄酮化合物形成的影响，结果表明，培养物在光照特别是紫外光下黄酮及黄酮类醇糖苷积累的所有酶活性均增加。通常光照采用荧光灯，或者荧光灯和白炽灯混合，其光强度是300～10000lx(6～100μm/m2·s)可以连续光照，也可以每天光照12～18h。 (5)搅拌和通气 植物细胞在培养过程中需要通入无菌空气，适当控制搅拌程度和通气量。在悬浮培养中更要如此。在烟草细胞培养中发现，如果KLa≤5h-1。，对生物产量有明显抑制作用。当KLa=5～10h-1，初始的KLa和生物产量之间有线性关系。当然不同的细胞系，对氧的需求量是不相同的。为了加强气-液-固之间的传质，细胞悬浮培养时，需要搅动。植物细胞虽然有较硬的细胞壁，但是细胞壁很脆，对搅拌的剪切力很敏感，在摇瓶培养时，摇瓶机振荡范围在100～150r/min。由于摇瓶培养细胞受到剪切比较小，因此植物细胞很适合在此环境生长。实验室中采用六平叶涡轮搅拌桨反应器培养植物细胞，由于剪切太剧烈，细胞会自溶，次生代谢产物合成会降低。各种植物细胞耐剪切的能力不尽相同，细胞越老遭受的破坏也越大。烟草的细胞和长春花的细胞在涡轮搅拌器转速150r/min和300r/min时，一般还能保持生长。培养鸡眼藤的细胞时，涡轮搅拌器的转速应低于20r/min。因此培养植物细胞，气升式反应器更为合适。 (6)前体 在植物细胞的培养过程中，有时培养细胞不能很理想地把所需的代谢产物按所想像的得率进行合成，其中一个可能的原因就是缺少合成这种代谢物所必须的前体，此时如在培养物中加入外源前体将会使目的产物产量增加。因此，在植物细胞培养过程中，选择适当的前体是相当重要的。对于所选择的前体除了有增加产物产量的外，还要求是无毒和廉价。但是，寻找能使目的产物含量增加最有效的前体是有一定难度的。 虽然前体的作用在植物细胞培养中未完全清楚，可能是外源前体激发了细胞中特定酶的作用，促使次生代谢产物量的增加。有人在三角叶薯蓣细胞培养液中加人100mg/L胆甾醇，可使次生代谢产物薯蓣皂甙配基产量增加一倍。在紫草细胞培养中加入L-苯丙氨酸使右旋紫草素产量增加三倍。在雷公藤细胞培养中加入萜烯类化合物中的一个中间体，可使雷公藤羟内酯产量增加三倍以上。但同样一种前体，在细胞的不同生长时期加入，对细胞生长和次生代谢产物合成的作用极不相同，有时甚至还起抑制作用。如在洋紫苏细胞的培养中，一开始就加入色胺，无论对细胞生长和生物碱的合成都起抑制作用，但在培养的第二星期或第三星期加入色胺却能刺激细胞的生长和生物碱的合成。 (7)生长调节剂 在细胞生长过程中生长调节剂的种类和数量对次生代谢产物的合成起着十分重要的作用。植物生长调节剂不仅会影响到细胞的生长和分化，而且也会影响到次生代谢产物的合成。生长素和细胞分裂素有使细胞分裂保持一致的作用，不同类型的生长素对次生代谢产物的合成有着不同的影响。生长调节剂对次级代谢的影响随着代谢产物的种类的不同而有很大的变化，对生长调节剂的应用需要非常慎重。 目前，在大规模植物细胞悬浮培养中，为了提高生物量和次生代谢产物量，一般采用二阶段法。第一阶段尽可能快地使细胞量增长，可通过生长培养基来完成。第二阶段是诱发和保持次生代谢旺盛，可通过生产培养基来调节。因此在细胞培养整个过程中，要更换含有不同品种和浓度的植物生长激素和前体的液体培养基。为了获得能适合大规模悬浮培养和生长快速的细胞系，首先要对细胞进行驯化和筛选，把愈伤组织转移到摇瓶中进行液体培养，待细胞增殖后，再把它们转移到琼脂培养基上。经过反复多次驯化筛选得到的细胞株，比未经过驯化、筛选的原始愈伤组织在悬浮培养中生长快得多。 毋庸置疑，在过去几十年中，植物生物技术方面已取得了相当巨大的进展，大大缩短了向工业化迈进的距离。国内有关单位对药用植物，人参、三七、紫草、黄连、薯蓣、芦笋等已展开了大规模的细胞悬浮培养，并对植物细胞培养专用反应器进行研制。国外，培养植物细胞用的反应器已从实验规模1～30L，放大到工业性试验规模130～20000L，如希腊毛地黄转化细胞的培养规模为2m3，烟草细胞培养的规模最大已达到20m3。 值得注意的是影响植物细胞培养物的生物量增长和次生代谢产物积累的因素是错综复杂的，往往一个因素的调整会影响到其他因素的变化，所以，需要在培养过程中不断加以调整，同时，由于不同的植物有机体有自身的特殊性。因此，对于一种植物或一种次生代谢物适合的培养条件，不一定对其他的细胞或次生代谢作用适合。